PSII光合成制御は、照明後の緑藻の無酸素培養において活性化される

Communications Biology volume 6、記事番号: 514 (2023) この記事を引用

729 アクセス

2 オルトメトリック

メトリクスの詳細

微細藻類からの光合成水素生成は、再生可能エネルギー源としての可能性を秘めていると考えられています。しかし、このプロセスには、スケールアップを妨げる 2 つの主な制限があります。 (i) 競合するプロセス、主に炭素固定に対する電子損失、および (ii) H2 生成を触媒するヒドロゲナーゼ酵素の発現と活性を低下させる O2 に対する感受性。今回我々は、これまで知られていなかった3番目の課題を報告する。酸素欠乏下では光化学系II（PSII）の減速スイッチが作動し、最大光合成生産性が3分の1に低下することを発見した。精製した PSII を使用し、クラミドモナス・ラインハルティ培養物に in vivo 分光法および質量分析法を適用することで、このスイッチが酸素欠乏下、照射後 10 秒以内に活性化されることを示しました。さらに、初期速度への回復は 15 分間の暗酸素状態の後に起こることを示し、PSII のアクセプター部位での電子伝達の調節がその出力を減少させるメカニズムを提案します。メカニズムに対するこのような洞察は、緑藻類における無酸素光合成とその制御についての理解を広げ、バイオエネルギー収量を向上させるための新しい戦略を導き出します。

光合成電子の流れは、地球上の複雑な生命の発達にとって非常に重要です。このプロセスでは、太陽光がほとんどの生物にとって主なエネルギー源として取り込まれます。このプロセスは、シアノバクテリア、藻類、植物の光化学系 II (PSII) による O2 進化における役割でよく知られています 1,2。しかし、太陽光の採取は、一次エネルギー源としては非常に効率的ではありますが、課題がないわけではありません。植物が対処する主な問題の 1 つは、放射照度レベルの不安定性と不一致です。これらの問題を克服するために、植物は光合成装置の効率を調整する洗練された制御プロセスのネットワークを進化させてきました。電子の流れのプロセスは、光合成装置の代謝産物の利用可能性に応じて障壁を迂回するように常に調整されています。チラコイド膜における酸化還元安定性と複合体の部分局在化は、どちらも「光合成制御」をもたらし、システムの能力に適合する電子流束を維持すると仮定されています 3,4。環境変化に継続的にさらされる緑色微細藻類も、光の質と強度の急速な変化に対処するためにいくつかの制御機構を進化させてきました5。これらのプロセスにより、両方の光化学系の利用可能な下流生成物の量が増加するため、細胞は暗闇からの急速な移行に対処できるようになり、アクセプター側の制限が緩和されます。しかし、このような移行が細胞の呼吸や外部からのO2除去により嫌気状態で起こっている場合、O26によって不活化されがちなヒドロゲナーゼによるH2発生が、過剰なエネルギーに対処する唯一の有効な弁となる。このような突然の光への曝露7、8、9。

緑藻からの H2 の生成は、潜在的な再生可能エネルギー源であると考えられているため、多くの研究が注目されています。最近、長期間の周囲 H2 生成が実証され、そのスケーラビリティに向けたブレークスルーの可能性が達成されました 10,11。したがって、緑藻類からの拡張可能な H2 生産を妨げている 2 つの主要な課題 (O2 損傷による不活化と CO2 固定との競合 12,13) は解決可能であることが示されました。実際、数分以下の変動光で細胞を攻撃すると、O2 を低レベルに制限でき、H2 生成の持続性が向上することが以前に示されています 7、14、15。しかし、そのような試みは、H2 進化に対する別のまだ未確認の障壁を解決しました。高速の H2 発生によって報告されるように、暗所での嫌気性インキュベーション後の最初の光への曝露が高速電子束を引き起こすことが示されました。対照的に、連続曝露では、暗明サイクルの回数に関係なく、H2 蓄積が 3 分の 1 に減少します 7。現在に至るまで、この劇的な減少の原因となるメカニズムは依然として解明されていません。この研究では、無傷の藻類培養物および精製された PSII 複合体における全体的および局所的な電子束の評価を通じて、この大幅な減少の原因を調査しました。私たちは、PSII の酸素発生センター (OEC) から PSI の下流のプロセスまでの電子輸送プロセスを記録し、統合しました。我々の結果は、Cytb6f活性の減速の原因となる酸化還元活性化「光合成制御」がPSIIにアクセプター制限を生じさせ、その内部電子流動機構を変化させ、有効電子出力の大幅な減少を引き起こすことを示唆している。この下方制御には、おそらく PSII のアクセプター部位における O2 の光還元と、おそらくそのアクセプター部位残基配列の代替立体配座が関与しており、後に H2 生成の顕著な減少に変換されます。

緑色微細藻類の暗所無酸素培養物は、光にさらされるとすぐに高速で H2 を放出します。その動態を調べるために、C. reinhardtii 細胞を混合栄養培地で培養し、暗所無酸素下で 1 時間インキュベートしました。以前に説明したように 7、インキュベーション後、細胞を 2 分間光 (370 µE m-² s-¹) に曝露し、発生した H2 と O2 の濃度を膜入口質量分析計 (MIMS) を使用してモニタリングしました 16 (図.1a、b)。予想通り、最初のバーストの後、H2 発生速度は急速に低下し、完全に停止しました。 H2 の蓄積が頭打ちになると、照明が消されました。重要なのは、O2 蓄積を追跡することで、O2 を完全に呼吸するのに十分な時間 (3 ～ 5 分) 細胞を暗闇に保ち、酸素欠乏状態を維持できるようになったということです。次に、細胞を再度 2 分間照射し、H2 発生が再開するのを観察しました。これらの明暗の変動（サイクル）は 4 回繰り返され、連続するすべての光曝露で H2 が発生しましたが、最初の光曝露と比較して H2 蓄積速度が全体的に約 3 倍減少することが観察されました（図 1a—破線と実線）。興味深いことに、指数関数的な増加が見られる連続的な曝露とは対照的に、最初の曝露は正味O2発生の即時線形増加を引き起こしたことも観察しました（図1b-破線対実線）。これらの違いが混合栄養増殖のみに限定されるかどうかを評価するために、独立栄養条件下で培養した細胞を使用して同様の試験を実施しました（補足図1）。注目すべきことに、以前に報告したように、H2 生産速度は光独立栄養的に成長した培養物では低かった7。これらの条件はより高い速度の O2 発生を刺激するため、蓄積された O2 はヒドロゲナーゼ活性の競合阻害を増加させます (「メーラー様」反応、メーラーなどの反応による)。したがって、O2 スカベンジャー (グルコースオキシダーゼ [GOx]、グルコースとカタラーゼとともに供給) の存在下または非存在下でこれらの測定を実行しました。このようなスカベンジャーの添加により、蓄積される H2 の量は、それらの非存在下での 10.7 ± 1.7 μM H2 から、それらの存在下での 14.4 ± 1.3 μM H2 へとわずかに増加しました (混合栄養適応細胞下で蓄積される値、32.6 ± 2.5 μM H2 の約半分) ）。さらに、混合栄養条件で観察されたように、最初の光曝露とその後の光曝露（両方の処理）の間で H2 生成速度の大幅な低下が観察され、非存在下では 50 ± 1% および 65 ± 6% の阻害でした。またはO2スカベンジャーの存在。

混合栄養性の C. ラインハルティ野生型培養物 (CC124 株) を暗所嫌気条件下で 1 時間インキュベートし、その後照明下 (放射照度 370 μmol 光子 m-2 s-¹、白色) で 2 分間の光変動を与えました。背景）、その後 3 分間の暗闇（灰色の背景）。最初の露光（破線）と連続露光の平均（実線）の差が示されています。 MIMS を使用して H2 (a) および O2 (b) 濃度を測定し、PAM (c) を使用して Chl a 蛍光を同時に測定しました。照明中、最大蛍光強度を評価するために、細胞を飽和パルス (赤い矢印でマーク) に曝露しました。同じプロトコルを使用して、JTS (d) によるエレクトロクロミックシフト (520 ～ 546 nm) の変化を評価しました。このプロトコールでは、各光に曝露する前に細胞を 30 秒間のレーザーフラッシュに曝露しました (パネル a の黒い矢印を参照)。）。各パネルの右側のグラフは、光の開始時またはレーザーフラッシュ (時間、0) の状態と比較した、最初の (破線) と 3 回すべての連続した (実線) 露光の平均の比較を示しています。各曲線は、少なくとも 3 回の生物学的反復の平均結果を表します。

正味の O2 測定は、PSII の総生産量をある程度のレベルでしか反映できないため、PSII の有効性を正確に推定するには十分ではありません。したがって、我々はまた、クロロフィル（Chl）の蛍光を測定することにより、光合成効率の変化をテストしました18,19（図1c）。暗所酸素欠乏後の Chl a 蛍光の動態は 2 つのピークを特徴とします 20。すべての QB サイトがプラストキノール 21 で占有されているため、光照射直後に最初のピークに達します。 2 番目のピークは、次のいずれかの理由により数秒後に到達します。 (i) 下流プロセスの活性化、特に CBB サイクルによる CO2 固定 22、(ii) PSII の構造変化 19,23、または (iii) LHCII アンテナ複合体の分布 (状態遷移) 24。これらのピークに続いて、蛍光シグナルは定常状態に達します。予想どおり、最初の光照射時に信号が 30 秒間増加することが観察されました (図 1c の破線)25。対照的に、連続した照明は、初期曝露の最初のピークの時間枠内で即座に急激な増加を引き起こし、追加のピークはありませんでした。ただし、60 秒の照射後、すべての蛍光トレースが均等になり、同様に着実に減少したことに注意してください。熱放散または状態遷移が変化したかどうかを評価するために、トレースが定常状態に達するときに細胞を飽和パルスに曝露し（図1cの赤い矢印を参照）、最大蛍光（Fm'）を決定しました。光曝露間に有意な変化は観察されず（補足図2）、非光化学的消光の大きさに変化があったとしても最小限であり、セルが定常状態に達するときの状態遷移によるPSII効率の低下も示されていません。実際にLHCIIアンテナの位置に変化が生じていないことを確認するために、実験のキュベットから直接細胞をサンプリングし、77°Kでの蛍光スペクトルを調べました（補足図3）。 ~680 nm と ~710 nm で観察されるピークは、最初の光パルスと連続する光パルスの間で変化を示さないことを観察しました。これは、光照射時間 (2 分) が状態遷移を生成するのに十分ではないことを示しています 26。以前の研究によると9。

この変化が光化学系の全体的な効率の変化から生じたものではないことを検証するために、520 nm と 546 nm での吸光度の変化を追跡することにより、露光間のエレクトロクロミックシフト (ECS) の違いを調べました 27 (図 1d、こちらも参照; 黒)図1aの矢印）。細胞が 1 回のターンオーバーレーザーフラッシュにさらされると、細胞の吸光度は 3 相シフトによって変化します 27。 ECS シグナルの最初の増加 (「フェーズ a」と呼ばれる) は 1 ミリ秒未満持続し、両方の光化学系で起こる電荷分離の産物であるため、シグナルの減少は PSII および PSI 活動の減少を報告する可能性があります。通常 10 ミリ秒まで続く第 2 フェーズ (「フェーズ b」と呼ばれる) 28 では、主に Cytb6f を介した膜電位の上昇により ECS シグナルが増加します。最終フェーズ (「フェーズ c」と呼ばれる) では、ATPase 活性による膜電位の散逸によりシグナルが指数関数的に減少します。ここで、各光曝露前に与えられたすべてのフラッシュ（図1aの黒い矢印を参照）が同一のシフトを引き起こしたことを観察しました。これは、光の開始時の酸化還元状態が光の変動間で類似していることを示しています（図1d）。

光への継続的な曝露による PSI 周期電子流の活性化により、チラコイド膜を横切るプロトン原動力が増加し、これにより「光合成制御」が開始され 29、その結果、光合成装置の律速段階に変化が生じることが以前に示されています。。光合成制御は、酸化還元ポイズの上昇によって活性化されますが、これは放射照度の持続時間に依存します。このような制御は、線形電子流 3 を減少させ、その後 H2 生成を減少させることが提案されました 30。したがって、このような電子流の変化には、チラコイド膜を横切る酸化還元態勢の構築に十分な時間が必要であると考えられます。この仮説を検証するために、1 時間暗所でインキュベートした後、5 秒から 180 秒の間のさまざまな時間、培養物を光に曝露しました (図 2a)。次に、細胞を暗所に 3 分間放置した後、再度光にさらし、さらに 2 分間放置しました。さらに 2 回の変動 (3 分間の暗闇/2 分間の照明、露出 III および IV としてマーク) を実行して、実際に実験中にさらなる変化が起こらないことを確認しました。次に、2 番目の 2 分間の照明 (図 2a の四角を参照) 中の H2 の発生 (図 2b) と Chl a 蛍光の遅い反応速度 (図 2c) を追跡し、前の照射時間に従って結果をプロットしました。初期露光（露光 I を意味します）。私たちの結果は、光合成調節機構の活性化が照明の最初の30秒の間に徐々に増加していることを示しています（図1bの観察による）。

混合栄養性 C. ラインハルティ野生型株 CC124 細胞を MIMS で H2 進化についてテストしました。細胞を暗所嫌気環境下で 1 時間インキュベートした後、5、10、20、30、45、60、120、または 180 秒間照明 (370 µE m-2 s-¹) しました (曝露ボルト付きの時間スケールを参照してください)。ここに示されているのは、露光 I で細胞を 45 秒間露光することによって測定されたトレースです。最初の光露光に続いて、細胞を 3 分間暗闇に置き (灰色の背景)、再度 2 分間照明しました。 3 回（露出 II、III、IV、白背景）。光合成調節に対する曝露 I の期間の影響を比較するために、曝露 II 中に測定された結果を H2 の蓄積濃度 (b) および Chl a 蛍光測定によって評価された光合成効率 (c) に対してプロットしました。エレクトロクロミックシフトは、細胞の吸光度 (520 ～ 546 nm) の変化を測定することによって決定されました。暴露 I (パネル a の破線の矢印を参照) の 3 秒後、セルを 5 ns のレーザーフラッシュに暴露し、電荷分離を測定しました (d)。すべてのパネルのカラーインデックスは、露光時間 I (範囲は秒) と一致します。5 - 紫、10 - 青、20 - シアン、30 - 緑、45 - ライトグリーン、60 - 黄、120 - 赤、および 180 - ダーク赤。各実験は少なくとも 3 つの生物学的複製を使用して繰り返されました。エラーバーは標準誤差 (n ≥ 3) を示します。

「光合成制御」の活性化をより深く理解するために、私たちはそれに関連する酸化還元ポイズの蓄積を監視しました。最初の光曝露後、細胞を短いレーザーフラッシュに3秒曝露し（図2aの黒い矢印を参照）、ECS構築の動態の変化を測定しました（図2d）。「フェーズa」での急速な電荷分離には明らかな違いはありませんが（補足図4）、「フェーズb」でのトレースの明らかな上昇の欠如によって見られる酸化還元電位の蓄積が観察されました。これは、H2 生成の減少に応じて徐々に変化します。このような酸化還元電位の変化は、「光合成制御」の活性化により Cytb6f を介した電子束も減少させるため、PSI にはドナー側の制限が、PSII にはアクセプター側の制限が徐々に生じます。このような制限により、最終的には線形電子流の速度が低下する可能性があり、これは H2 生成速度の低下としても見られます。もちろん、「フェーズ c」での加速的な低下として観察される ATPase の活性の増幅が膜電荷の蓄積を減少させ、したがって「フェーズ b」で見られる振幅を減少させる可能性があります 31。しかし、これは、ATPアーゼのそのような加速された活性を誘導するために必要であるため、酸化還元態勢の急速な形成を再び示すはずであり、したがって、PSIIにアクセプター制限を形成する「光合成制御」の生成ももたらすはずである。これらの結果は、酸素欠乏下では、形成された酸化還元ポイズが線形電子流の速度を減少させるという概念と一致しています。しかし、ここで我々は、これらの特性が、PSII の動作メカニズムの変化によって、PSII 内に位置するより深刻な制限を生み出すことを提案します。

線形電子流の見かけの減少の原因を正確に特定するために、我々は、単離された PSII の活性に対する酸素欠乏の影響を評価しました。その目的のために、我々はC. reinhardtii野生型株CC124細胞からPSII複合体を精製し、Pyroscience FireSting O2プローブ32を使用してO2発生速度を調べました（図3a）。我々は、精製した PSII 複合体を 2,5-ジクロロ-p-ベンゾキノン (DCBQ) の存在下で化学線に曝露し、QB 部位でアクセプター側の制限に直面しないようにしました。複合体を 10 秒間照明にさらし、O2 発生速度を測定した後、1 分間照明を消しました。次に、それらをさらに 10 秒間照射し、1 回目と比較して 2 回目の暴露の残留活性を測定しました。 PSIIの活性に対する酸素欠乏の影響を調べたので、サンプルをN2でフラッシュすることによって確立された好気条件または無酸素条件のいずれかで実験を実施しました（図3a、それぞれ好気性対無酸素）。さらに、重炭酸塩 (NaHCO3 の形で添加されました。「方法」を参照) の効果を評価するために、重炭酸塩の存在下または完全な不在下で同じ実験を実施しました。結果は、以前の観察と一致して、暗い無酸素状態では、最初の光曝露時に PSII 活性が最大 70% まで大幅に減少することを示しています 33。この結果は、最初の光への曝露が、NaHCO3 の有無によって影響を受けなかったことも示しています (好気条件下でも無酸素条件下でも)。 N2 スパージングにより、MIMS による測定で重炭酸塩濃度が 10 mM から 7.5 mM に低下したことに注意してください (補足図 5)。興味深いことに、2 回目の照射では、NaHCO3 の有無に関わらず、O2 発生速度が好気条件下では影響を受けないことが観察されました。ただし、無酸素状態は、NaHCO3 の存在下でのみ、2 回目の照射で活性の約 45% 低下を引き起こしました (スチューデントの t 検定での pv = 0.0154 の有意性)。

PSII 複合体は C. reinhardtii 野生型株 CC124 細胞から単離され、その活性は Pyroscience FireSting O2 プローブによってテストされました (a)。複合体は、高炭素条件を模倣するために 10 mM (実際は 7.5 mM) NaHCO3 の非存在下または存在下でテストされ、好気条件または無酸素条件のいずれかで検査されました。複合体は、間に 1 分間の暗時間を挟んで、10 秒間の光に 2 回露光されました。条件ごとに、1 回目 (青) と 2 回目 (白) の露光率を示します。また、調整された各曝露間の残存活動率 (平均率に基づく) も記載されています。 NaHCO3 の存在下での複合体は、好気 (縞模様) または無酸素 (固体) 条件下で、5、10、20、または 30 秒 (それぞれ紫、青、シアン、緑) の照射時間を増やしてテストしました。 10 mM (実際は 7.5 mM) NaHCO3 の存在 (b)。最初の照射時と比較した、2 回目の照射で蓄積された O2 の残存率を示します。以下の表は、各治療の 1 回目と 2 回目の曝露率 (μmol O2 mg Chl-1 h-1) および各結果の繰り返し回数を示しています。さらに、有酸素治療と無酸素治療の違いをスチューデント t 検定を使用して分析しました。 P 値は各カップルについて記載されています。各実験は少なくとも 3 つの生物学的複製を使用して繰り返されました。データは箱ひげ図で表示されます。

私たちの in vivo 試験では、長時間光にさらされると見かけの PSII 活性の阻害が増加することが観察されました (図 2)。単離されたPSII複合体に対するこれらの効果をテストするために、それらを5、10、20、または30秒間照射しました（図3b、それぞれ紫、青、シアン、緑、色は他のパネルと一致しています）。前と同様に、複合体を 2 回の照明に曝露し、O2 発生速度を曝露ごとに決定し、残存活性比を曝露時間ごとに計算しました。注目すべきことに、好気的条件下では、曝露全体にわたってPSII活性の低下は観察されず、約85％の活性が持続した（図3b、縞模様のカラム）。対照的に、重炭酸塩の存在下で無酸素状態で光に曝露された複合体は、曝露時間の増加に伴って活性が徐々に低下することが特徴であり、30 秒間の照明中に発生する O2 が 63% 少ないことが判明しました。私たちの生体内観察と一致しています。

光への曝露が線形電子流の減少を引き起こすことを観察したため、そのような変調が永続的なものなのか、それとも無酸素状態の暗闇が長く続くことによって元に戻る可能性があるのかを調べました。その目的のために、2分間の一定の照明に設定して、露光間の暗闇の時間を徐々に増やしました（図4a）。暗所回復期間は 3、5、7、10、15 分に設定され、観察された変化が確かに暗所の合計時間ではなく暗所の継続時間によるものであることを確認するために、最後の照明の前にさらに 3 分間暗所を設けました。実験に合格しました (アスタリスクが付いています; 3*)。さらに、蓄積された O2 による干渉の可能性を排除するために、O2 スカベンジャーであるグルコースオキシダーゼ (GOx、グルコースとカタラーゼが付属) を追加しました。結果は、3分間の暗闇後のH2発生の減少はO2の不在による影響を受けず（図4b）、H2発生速度が暗闇の回復時間の関数として増加することを示しています。また、初期の H2 発生速度を完全に回復するには、細胞が少なくとも 15 分間の暗闇を必要とすることも観察されました。以前にPSII活性の変化（図1c）を観察したため、MIMS測定と同時にChl a蛍光の変化（図4c）を追跡しました。ここでは、約 60 秒の初期の蛍光の立ち上がりにも同様の緩やかな変化が観察されました。これは、PSII の活性が実際に 15 分間の暗期間で回復したことを示しています。状態遷移によって蛍光強度が低下しないことを確認するために、各照明期間の60秒前と30秒後に細胞を飽和パルスに曝露し、ペアの最大蛍光値の間に差が観察されませんでした（補足図6）。したがって、PSII の潜在的な活性は光損傷や状態遷移によって低下するものではないと結論付けることができます。

O2 スカベンジャー (GOx) の存在下で 1 時間暗所でインキュベートした後、C. ラインハルティ野生型株 CC124 細胞を一連の固定期間の光曝露 (370 µE m-2 s-1 で 2 分間、白色) にさらしました。バックグラウンド) 0 ～ 15 分間の無酸素暗所インキュベーションの継続時間を増加させると孵化します。固定された 2 分間の照射間の、先行する暗インキュベーション時間 (灰色の背景) の関数としての H2 蓄積。各光曝露における H2 の生成は MIMS によって測定され、その痕跡はその前の暗所インキュベーション期間に従って強調表示されます (初期曝露、0 - 破線、3 分 - 紫、5 分 - 青、7 分 - 緑、10 分)。 - 黄色、15 分 - 赤、追加の 3 分 - 点線のピンク、すべてのパネルのすべてのトレースに同じカラーインデックスが使用されました)。 b パネル a に示されている H2 蓄積トレースの差の比較を支援するために、各明期で測定されたすべてのトレースが、単一の固定時間枠を使用して一度にプロットされています。 c PSII 光合成効率の変化を評価するために、Chl a 蛍光を同時に測定しました。各照明中に、細胞を飽和パルスに曝露し、最大蛍光 (Fm') を測定しました。次に、光合成効率を Fm' に正規化しました。 d 無傷の藻類細胞の熱発光は、1秒間隔で2回のシングルターンオーバーフラッシュ（STF）後に測定されました。サンプルは、1 時間の暗所嫌気性インキュベーション後に測定されました (灰色)。次に、それらを 2 分間照射し、続いて 5 (青) または 15 (赤) 分間の暗緩和を行い、B バンドの最大値が検出される温度を測定しました。得られた値は箱ひげ図にプロットされました。各実験は少なくとも 3 つの生物学的複製を使用して繰り返されました。

次に、熱ルミネッセンス (TL) によって無傷の細胞に対する光曝露の影響を評価することにより、PSII 内の電子輸送の変化を調べました。温度上昇中の事前照明されたサンプルからの発光は、PSII 内で起こる電荷再結合反応に関する貴重な情報を提供します (この主題に関するレビューについては、参考文献 35、36 を参照)。無傷の細胞または葉が 2 回の単一ターンオーバーフラッシュにさらされると、約 20 ～ 40 °C で最大となる「B バンド」が現れます。これは、QB- と OEC の S2 および S3 状態の混合組換えに由来します35。 1時間の暗所無酸素インキュベーション後に無傷の細胞を測定し、18.1±1.5°Cでの最大Bバンド強度を観察しました（図4d、生のトレースとBバンドに対する追加のフラッシュの効果を示します（補足図7）））。次に、細胞を2分間光にさらし、続いて5分間暗闇にさらし、2回フラッシュした後、TL測定を実行しました。通常、B バンドを完全に回復するには、数分間の暗順応で十分です。しかし、2分間照射した無酸素培養では、Bバンドの強度の大幅な減少が観察され、OECとQB-のS2状態とS3状態の間で電荷再結合がほとんど起こらなかったか、あるいは非放射を介して再結合が起こったことを示しています。経路37、38。さらに、最大 TL 強度のピーク位置は 12.3 ± 1.0 °C に大幅にシフトしました (スチューデントの t 検定での p 値は 0.005)。これらの変化は、QA-とQB-の間の酸化還元平衡がQA-に向かって変化し、QA-とドナー側との間の電荷再結合を促進することを示している。実際にこれらのシフトが長期間の無酸素暗所中に逆転するかどうかを評価するために、細胞を2回目の2分間の照明に曝露し、続いて15分間の無酸素暗所に曝露した。 B バンド (18.4 ± 1.7 °C) の強度とピーク位置の両方が、15 分間の暗所無酸素状態後にほぼ回復したことが観察されました。これらの発見は、PSII 内の電荷再結合反応が光照射により可逆的に変化することを示しています。データはまた、嫌気環境下での全電子流の出力の明らかな減少の原因が、PSII 内で発生する変化によって説明できることを示唆しています。

自然界では、緑藻はさまざまな環境変化にさらされます。それらは主に光合成装置の動作に依存しているため、これらの変化の多くは、代謝電子の流れのコースを迅速に変更する細胞の能力によって解決されます39,40。実際、電子シンクの活性化または不活性化は最近多くの研究のテーマであり、細胞の機能を維持する能力に重要な役割を果たしていることが示されています5、7、8、15。この研究では、酸素欠乏下の緑藻には、光合成装置全体の生産性に重大な影響を及ぼし、その電子出力を減少させる追加の調節機構があることを実証しました（図1）。このメカニズムは照射後 10 秒以内に作動し、電子の流れが 3 分の 1 に大幅に減速します (図 2)。このメカニズムは可逆的であり、15 分間の暗所無酸素インキュベーション後にオフにすることができます (高速電子流を取り戻す) (図 4)。

嫌気性誘導に続いて、ATPase 活性の強化と併せて代替電子流路が追加の酸化還元電位と ATP 供給を生成し、CO2 固定が開始され、電子束の一般的な増加が現れます 7,14,31。プロトン推進力の強化により、Cytb6f を通る電子束の速度が減少する「光合成制御」が活性化されることが以前に示されています 3。このような減少により、PQ プールが継続的に減少し、PSII の活性が妨げられるため、そのアクセプター側に過度の圧力が発生します。この状況は、Cardonaらによって提起された仮説の根拠となり、次のように述べている：「アクセプター側スイッチが存在する場合、例えば、QBH2がサイトを離れる前、またはQB-の形成前にQA-の形成によって引き起こされる可能性がある」 QH2がチャネルを通過してヘムの近くに留まる前に」41。

好気性光曝露中、非光化学的消光の活性化により、PSII 集光の収量が減少し、過剰な光によって引き起こされる圧力が軽減されることが示されています。酸素欠乏症に焦点を当てたこの研究では、NPQの変化として誤って解釈される可能性があるChl a蛍光の変化も観察しました（図2c）。ただし、1分以内に緩和されるはずのNPQのエネルギー依存qE成分ではなく、無相関であることが示された状態遷移でもありません(補足図3)。さらに、飽和パルスとECS測定では光変動間の差異が示されなかったため、蛍光の差異は光阻害から生じません（図1c、dおよび補足図4、6を参照）。実際、ECS測定によって証明されるように、アクセプター側の制限が暗闇の中で3分未満の時間枠で消失することが観察されました（図1d）。最後に、TL データ（図 4d）は、この無酸素性減速メカニズムの原因が PSII であることを正確に示しています。したがって、生成されたアクセプター制限には PSII の固有の変化が関与し、その電子出力が減少すると結論付けることができます。この出力の減少は、線形電子流の明らかな減少に変換され、細胞による H2 生成速度の減少として見られます。

今後の残りの疑問は、PSII からの電子出力のこの見かけの減少の背後にあるメカニズムは何なのかということです。最近、過剰に減少した PQ プールによって引き起こされる興奮圧力が、PSII の QA および QB の過剰な減少を引き起こすことが示されました。 QA- の形成が増加すると、HCO3- 分子の解離定数が変化し、その放出が引き起こされる可能性があります 46。その後、占有されていない部位は O2 分子の別の結合を促進します 47。この時点で、非ヘム鉄分子が O2 に結合しているため、QA- で再還元されたセミキノールは電子を QB まで運ぶことができません。したがって、この O2 分子は QA- による還元を受け、酸化ラジカル O2●̶47,48 を放出し、後に過酸化物に変換される可能性があります。ここで観察できるように（図1c、2c、および4c）、このプロセスは間違いなくPSIIの見かけの電子出力を減少させます。この観察は、過剰な酸化キノン (DCBQ) の存在下での無酸素条件下で観察された精製複合体の活性の低下と一致します (図 3)。しかし、過剰な重炭酸塩の存在下で起こる、無酸素下での PSII 活性のさらなる減速も観察されました (図 3)。さらに、in vivo 観察 (図 4) では、この速度低下を解消し、元の 3 倍速い PSII 速度に戻すには、暗所無酸素状態での最小 15 分間のインキュベーションが必要であることを示していることに留意する必要があります。これは非常に長い時間です。リガンドとその標的との直接結合の場合。したがって、重炭酸塩に対する非ヘム鉄の親和性の調節は、見かけの線形電子流の速度を低下させるものの、追加の変化も引き起こし、長期にわたる影響を与える可能性があると考えられます。

1 つの仮説には、HCO3- 分子が PsbD のグルタミン酸残基 (E241-D2) に置き換わる立体構造変化が関与しています。最近、このような構造が未成熟シアノバクテリア PSII49 に存在することが示されました。これは、PsbA上のループに強い結合を形成する、Psb28と呼ばれる別のサブユニット（植物のPsbWサブユニットといくつかの機能的類似性を共有する50）の結合により可能となった。このような歪みにより、E241-D2 残基が非ヘム鉄に向かって押し出され、複合体が安定化されます。また、このような構造は残留電子移動を可能にすることで PSII の集合プロセスを支援する可能性があると仮定されました。この点に関して、非ヘム鉄の隣の E241-D2 の位置は、酸素生成性細菌反応中心の E234-M の位置と構造的に類似していることに注意する必要があります 51 (さらなる比較については、参考文献 41、52 を参照)。 53）。したがって、そのような変化は無酸素下でも実現可能であり、活動率の変化の背後にある可能性があると仮定できます。また、複合体が最適な活性に戻るまでに長時間かかる理由も説明できる可能性があります。しかし、これまでのところ、そのような立体構造は単離された PSII 複合体では検出されていないため、その存在と機能の可能性については推測することしかできませんでした。

あるいは、光合成電子伝達系が過度に減少し、PSII 電子出力と O2 発生の間の切り離しが確立されると 54、減速メカニズムは直接的な放射電荷逆反応ではなく、むしろ周期的な電子流の出現であると示唆することもできます。 PSII ではおそらく Cytb559 を介して発生します。したがって、Cytb559の還元されたヘムは、ヘム55の電位状態に依存する方法で、QA部位に向かってP680のクロロフィル対に電子を再導入する。実際、Cytb559 は QB 部位からプラストキノールを酸化することで PSII アクセプターの制限を緩和できると仮定されており 56、最近の研究では OEC の活性低下とこの環状経路を介した電子流の増加との相関関係が示されています 57。しかし、そのような経路のメカニズムは依然として解明されておらず、今後さらなる研究が必要となるでしょう。いずれの場合でも、追加された電子圧力は、代替の局所電子受容体によって軽減されます。これは、PSII の近くにある O2 である可能性があります。

結論として、酸素欠乏下で PSII 電子出力が減少する予期せぬメカニズムをここで説明します。このプロセスにより、光合成装置の過剰励起が防止され、酸化損傷が軽減される可能性があります。もちろん、そのメカニズムの詳細を明らかにするには、追加の実験的証拠と理論的考察が必要になります。しかし、残念なことに、この見かけの線形電子流の減少は、光合成装置全体の電子出力も減少させ、光合成ベースの再生可能エネルギー源の探索において対処すべき新たな障壁をもたらしている。現時点では、このメカニズムはガラスの天井であり、光合成による H2 生成収量はその可能性の 3 分の 1 にまで減少します。

クラミドモナスラインハルティ CC124 株 (137c mt-) は、クラミドモナスリソースセンターから入手しました。細胞培養物は、三角フラスコ内で連続照明下（放射照度60μE m-2 s-1）でTAP培地（または独立栄養培養の場合はTP）中で維持および培養した。細胞サンプルは対数増殖期の初期（2 ～ 5 mg Chl mL-1）の培養物から採取されました。クロロフィル濃度は、Ritchie58 に従って 90% アセトンを使用して測定されました。

細胞をTAP（または独立栄養培養の場合はTP）、50 mM HEPES、pH 7.2中で最終濃度20 mg Chl mL-1になるまで遠心分離し、密閉石英キュベット（5 mL）に入れた。指示されている場合、グルコースオキシダーゼ (200 単位 mL-1)、カタラーゼ (200 単位 mL-1)、およびグルコース (50 mM) を添加して、微量の O2 を除去しました。嫌気性誘導は、細胞を暗所に１時間維持することによって達成された。指示があれば、40 μM (最終濃度) の 3-(3,4-ジクロロフェニル)-1,1-ジメチル尿素 (DCMU、Sigma-Aldrich) および 1 mM (最終濃度) のヒドロキシルアミン (HA、Sigma-Aldrich) を添加しました。測定の10分前。 JTS で行われたすべての実験では、細胞の沈降を避けるために、誘導前に 10% のフィコールを添加しました。

H2 や O2 などの拡散ガスの濃度を追跡するために、参考文献に記載されているように、実験キュベットを自作の膜入口質量分析計 (MIMS) に置きました。 16. 同時に、DUAL-PAM-100 (Heinz Walz Gmbh、Effeltrich、ドイツ) を使用して、Chl a 蛍光測定を実施しました。状態遷移のモニタリングは、実験用キュベット (50 μL) から細胞サンプルを直接採取し、ガラス毛細管に注入し、それを液体窒素 (77 °K) で満たされたガラスデュワー (Horiba) に挿入することによって実行されました。次にサンプルを蛍光光度計 (Horiba Fluoromax-4) で励起光 435 nm で測定しました。発光は 650 ～ 750 nm で測定されました。

エレクトロクロミックシフト（ECS）は、参考文献に記載されているように、520 nm と 546 nm の吸光度を同時に測定できる BiLED を備えた Joliot 型分光計（JTS-100、Biologic SAS、フランス）を使用して検出されました。 59. 示されている場合、レーザーフラッシュは周波数 2 倍の Nd:YAG レーザー (Litron nano) によって励起され、励起波長は色素 (DCM、励起子レーザー色素) を使用して調整されました。細胞が 1 回のターンオーバーレーザーフラッシュにさらされると、細胞の吸光度は 3 相シフトによって変化します 27。 ECS 信号の最初の増加 (「フェーズ a」と呼ばれる) は 1 ミリ秒未満続き、両方の光化学系で発生する電荷分離の結果であるため、信号の減少は光化学系の劣化を報告する可能性があります。通常 10 ms まで続く第 2 フェーズ (「フェーズ b」と呼ばれる) 28 では、主に Cytb6f を介した膜電位の上昇により ECS シグナルが増加します。最終フェーズ (「フェーズ c」と呼ばれる) では、ATPase 活性による膜電位の破壊散逸によりシグナルが指数関数的に減少します。「位相 a」の振幅に差は観察されなかったため(補足図3)、結果はそれを正規化しました。見かけの「b 相」と「c 相」の両方の速度論で観察された差異を使用して、チラコイド膜を横切る酸化還元電位のシフトを決定しました。

細胞を短時間遠心分離し、最終濃度 15 mg Chl mL-1 で最少培地 (TP) に移しました。嫌気性培養物を 13 mL のハイポバイアルボトルに入れ、暗所で 10 分間 N2 でフラッシュした後、さらに 1 時間暗所で振盪し続けながらインキュベートしました。照明された培養物は、サンプリング（300 μL）する前に、2分間光にさらされ（放射照度370μE m-2 s-1）、その後5分間または15分間暗闇に置かれました。 TL測定は、参考文献に記載されているように、カスタムメイドのTL装置によって実行されました。 60. 測定では、サンプルを空気中の銅板上に置き、液体 N2 に浸したコールドフィンガーに接続しました。ヒーターコイル (SEI 10/50、Thermocoax、フランス) により、測定中にサンプルの望ましい温度が確保されました。全細胞の場合、細胞損傷の可能性があるため、TL 測定前の凍結は推奨されないことに注意してください35。そのため、藻類サンプルは 4 °C で 2 回の単一ターンオーバー飽和 Xe フラッシュ (半分で 1.5 μs の持続時間) によって励起されました。ピーク強度、フラッシュ間に 1 秒の遅延あり）。この後、サンプルを暗闇の中で毎分20℃の加熱速度で70℃まで加熱した。温度を記録すると同時に、放出されたTLを光電子増倍管（H10721-20、浜松市、日本）で測定した。

クラミドモナス・ラインハルティ細胞を10LのTAP培地中で増殖させた。細胞は、最終的な OD730 が 0.5 ～ 0.7 に達するまで、18 °C で連続白色光 (35 ～ 40 µE m-2 s-1) の下で一定に撹拌し、空気をバブリングしながら培養しました。次に、培養液の O2 発生をチェックし、3500 × g で 5 分間遠心分離して回収し、25 mM HEPES pH 7.5、300 mM スクロースおよび 5 mM MgCl2 を含む培地に再懸濁しました。細胞を同じバッファーで 1 回洗浄し、5000 × g で 5 分間遠心分離し、25 mM MES-NaOH、pH 6.5、1 mM MgCl2、10 mM NaCl、1 M ベタイン、200 mM スクロース、グリセロールが10％含まれています。プロテアーゼ阻害剤カクテルを、最終濃度１ｍＭのＰＭＳＦ、１μＭのペプスタチン、６０μＭのベスタチンおよび１ｍＭのベンズアミジンまで添加した。細胞は、Avestin EmulsiFlex-C3 により 2000 psi (2 サイクル) で破壊されました。壊れていない細胞とデンプン顆粒を 12,000 × g で 5 分間遠心分離して除去し、上清中の膜を Ti70 ローターで 273,300 × g で 40 分間遠心分離して沈殿させました。ペレットを同じ破壊緩衝液に再懸濁して、クロロフィル濃度を2 mg Chl mL-1とした。 n-デシル-α-D-マルトピラノシド（α-DM）およびn-オクチルβ-D-グルコピラノシドを、それぞれ最終濃度2.5％、最終クロロフィル濃度1 mg Chl mL-1になるまで滴下した。 4℃で30分間撹拌した後、12,000×gで10分間遠心分離して不溶性物質を除去した。上清を SW-60 ローターのショ糖勾配 (チューブあたり約 900 μg のクロロフィル)、勾配組成 15 ～ 40% ショ糖、25 mM MES-NaOH、pH 6.0、0.5 M ベタイン、10% グリセロール、0.2% α- に負荷しました。 DM を使用し、310,000 × g で 14 ～ 16 時間実行します。以下に説明するように、下の 2 つのバンドを収集し、直接測定しました (サンプルの品質が急速に劣化するため、凍結は不可能です)。

O2 発生の測定では、最終濃度 10 μg chl mL-1 の精製 PSII を 25 mM MES-NaOH、pH 6.5、2.5 mM MgCl2、2.5 mM CaCl2、1 M ベタイン、12.5% グリセロール、10 mM NaHCO3、 0.05% α-DM に、新たに作成した 350 μM 2,6-ジクロロ-1,4-ベンゾキノン (DCBQ) を加えて最終容量 1 mL にし、シリコン栓で蓋をした ALGi 温度調節ガラスバイアルに入れます。 O2 濃度は、光学式 O2 センサー (Pyroscience FireSting、OXROB3 プローブ) を使用して取得しました。反応混合物を、5、10、20、または 30 秒の照明 (370 µE m-2 s-1、白色 LED 光) に曝露し、曝露の間には 1 分間の暗時間を設けました。嫌気条件を確立するために、N2 ガスの一定の流れを注入針を通してバイアルのヘッドスペースに注入しました。 O2 濃度が 10 μM に低下するまで、O2 レベルを数分間監視しました。その後、針が排出され、上記のように実験が開始されました。

生物学的複製を生成するために、各実験の前に単一コロニーから細胞培養物を接種しました。図から。図 1、2、4 のパネル a ～ c は運動現象を説明しており、図の視認性と明瞭さを向上させるために、結果は平均化された結果の元のトレースで表示されています。繰り返しでは、本文で説明され提示されているのと同じ変化率が示されました。活性の低下を防ぐために、各実験の前に、単離されたチラコイドから精製 PSII 複合体を採取しました。単一の繰り返しとその平均結果は、添付の補足資料ファイル (補足データ 1) に示されています。最初の露光とその後の露光の間のすべての図における有意な差は、Microsoft Excel のスチューデント t 検定と、図 1 と 2 に提示された箱ひげ図を使用して計算されました。 3と4d。

すべてのデータはこの MS に示されており、生データの Excel ファイルが補足資料として利用可能です (補足データ 1)。さらにリクエストがあった場合は、関心のある人と追加データを共有できます。

アンタル、TK 他。栄養欠乏状態のクラミドモナスにおける順化機構としての光合成水素生成。藻類研究 49、101951 (2020)。

記事 Google Scholar

ヴィンヤード、DJ、アナニエフ、GM & Dismukes、GC 光システム II: 酸素の反応中心。アンヌ。Ｂｉｏｃｈｅｍ．Ｒｅｖ． 82、577–606 (2013)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Schöttler, MA & Tóth, SZ 高等植物における光合成の複雑な化学量論ダイナミクス: 環境順応と光合成フラックス制御。フロント。植物科学。 5、1–15 (2014)。

Google スカラー

Kirchhoff, H.、Li, M. & Puthiyaveetil, S. 光合成膜におけるシトクロム b6f 複合体のサブ局在化。トレンド植物科学。 22、574–582 (2017)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Burlacot, A.、Peltier, G. & Li-beisson, Y. クラミドモナスにおける細胞内エネルギー学と炭素貯蔵。セル 8、1 ～ 15。

記事 Google Scholar

ストリップ、ST et al. 酸素が光合成生物の [FeFe] ヒドロゲナーゼをどのように攻撃するか。手順国立アカデミー。科学。 USA 106、1–6 (2009)。

記事 Google Scholar

Milrad, Y.、Schweitzer, S.、Feldman, Y. & Yacoby, I. 緑藻類のヒドロゲナーゼ活性は、酸素による不活化が起こる前に炭素固定によって競合されます。植物生理学。 177、918–926 (2018)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Godaux, D.、Bailleul, B.、Berne, N. & Cardol, P. 酸素欠乏下での光合成炭素固定の誘導は、クラミドモナス・ラインハルティにおけるヒドロゲナーゼ活性とプロトン勾配制御様 1 媒介周期電子流に依存します。 168、648–658 (2015)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ghysels, B.、Godaux, D.、Matagne, FR、Cardol, P. & Franck, F. 微細藻類クラミドモナスにおける葉緑体ヒドロゲナーゼの機能: 嫌気性環境における光合成活性化中のヒドロゲナーゼの役割と状態遷移。公共図書館科学。 8、e64161 (2013)。

CAS Google スカラー

Elman, T.、Thu Thi, HH、Milrad, Y.、Hippler, M. & Yacoby, I. 葉緑体とミトコンドリアのクロストークの強化により、周囲の藻類 H2 生産が促進されます。セル代表物理学。科学。 3、100828 (2022)。

記事 CAS Google Scholar

Nagy、V.ら。 Chlamydomonas reinhardtii L159I-N230Y、pgrl1およびpgr5変異体の薄細胞層培養物は、太陽光の強度で増強された水素生成を実行します。バイオリソース。テクノロジー。 333、125217 (2021)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Tóth, SZ & Yacoby, I. 藻類 H2 生産におけるパラダイムシフト: 競合プロセスの回避。トレンドバイオテクノロジー。 37、1159–1163 (2019)。

論文 PubMed Google Scholar

Nagy、V.ら。 Chlamydomonas reinhardtiiにおける硫黄欠乏誘発H2生成中の光化学系II不活性化のメカニズム。 Plant J. 94、548–561 (2018)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Kosourov, SN、Jokel, M.、Aro, E. & Allahverdiyeva, Y. Chlamydomonas reinhardtii による持続的かつ効率的な H2 光生成のための新しいアプローチ。エネルギー環境。科学。 11、1431–1436 (2018)。

記事 CAS Google Scholar

Jokel, M.、Nagy, V.、Tóth, SZ、Kosourov, SN、Allahverdiyeva, Y. フラボ二鉄電子シンクの除去により、緑藻における長期的な H2 光生成が促進されます。バイオテクノロジー。バイオ燃料 12、1–16 (2019)。

記事 Google Scholar

リラン、O.ら。大気中で成長したクラミドモナス・ラインハルティのチラコイド間質内の微酸素ニッチは、[FeFe]-ヒドロゲナーゼを保護し、完全な好気性環境下での水素生成をサポートします。植物生理学。 172、264–271 (2016)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Burlacot, A. et al. フラボジ鉄を介した O2 光還元は、光合成の嫌気性誘導中の H2 生成と CO2 固定を結び付けます。植物生理学。 177、1639–1649 (2018)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Schreiber, U.、Hormann, H.、Neubauer, C. & Klughhammer, C. クロロフィル蛍光消光分析による光化学系 II 光化学量子収量の評価。植物生理学。 22、209–220 (1995)。

CAS Google スカラー

シプカ、G.ら。光化学系の光適応電荷分離状態 II: 閉鎖反応中心の構造および機能ダイナミクス。植物細胞 33、1286–1302 (2021)。

記事 PubMed PubMed Central Google Scholar

Stirbet、AD、Govindjee カウツキー効果 (クロロフィル A の蛍光誘導) と光化学系 II の関係: OJIP 蛍光過渡現象の基礎と応用。Ｊ．Ｐｈｏｔｏｃｈｅｍ．フォトビオール。 104、236–257 (2011)。

記事 CAS Google Scholar

Strasserf、RJ、Srivastava、A.、Govindjee 多相性クロロフィル。植物およびシアノバクテリアにおける一時的な蛍光。フォトケム。フォトビオール。 61、32–42 (1995)。

記事 Google Scholar

Dufková, K.、Barták, M.、Morksová, J.、Elster, J. & Hájek, J. クロロフィル蛍光イメージングによる寒天プレート上で培養された南極の藻類とシアノバクテリアの成長段階のスクリーニング。チェコ極地代表 9、170–181 (2019)。

記事 Google Scholar

クラウス、GH 光合成の光阻害。損傷メカニズムと保護メカニズムの評価。生理。植物。 74、566–574 (1988)。

記事 CAS Google Scholar

Kodru, S. et al. クロロフィル a 蛍光の S から M へのゆっくりとした上昇は、緑藻 Chlamydomonas reinhardtii の状態 2 から状態 1 への遷移を反映しています。フォトシンセ。解像度 125、219–231 (2015)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

トールター、D.ら。クラミドモナス・ラインハルティにおける周期的電子流によって生成されるプロトン勾配による水素光生成の制御。植物細胞 23、2619–2630 (2011)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

高橋、H.、Clowez、S.、Wolman、F.-A.、Vallon、O.、Rappaport, F. 周期的な電子の流れは酸化還元によって制御されますが、状態遷移とは独立しています。ナット。共通。 1954 年 4 月 (2013)。

論文 PubMed Google Scholar

Bailleul, B.、Cardol, P.、Breyton, C. & Finazzi, G. エレクトロクロミズム: 藻類の光合成を研究するための有用なプローブ。フォトシンセ。解像度 106、179–189 (2010)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Buchert, F.、Mosebach, L.、Gäbelein, P. & Hippler, M. PGR5 は、周期的な電子の流れ中のシトクロム b6f 複合体の効率的な Q サイクルに必要です。生化学。 J. 477、1631–1650 (2020)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Schöttler, MA、Tóth, SZ、Boulouis, A. & Kahlau, S. 高等植物における光合成複合体の化学量論ダイナミクス: ATP シンターゼとシトクロム b6f 複合体の生合成、機能、代謝回転。 J.Exp. ボット。 66、2373–2400 (2015)。

論文 PubMed Google Scholar

Nagy、V.ら。カルビン・ベンソン・バッシャム回路の基質制限によって達成される、緑藻類における水分解ベースの持続可能かつ効率的な H2 生産。バイオテクノロジー。バイオ燃料 11、1–16 (2018)。

記事 Google Scholar

Buchert, F.、Bailleul, B. & Joliot, P. シロイヌナズナの葉におけるプロトン原動力とチオール調節による葉緑体 ATP シンターゼ制御のもつれを解く。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1862年、148434年（2021年）。

論文 CAS PubMed Google Scholar

ベニット、P. et al. 効果的で汎用性が高く、安価な酸素摂取量測定装置です。Ｊ．クリン．医学。 6, 58 (2017)。

記事 PubMed PubMed Central Google Scholar

Tóth, SZ、Schansker, G. & Strasser, RJ OJIP 過渡現象に基づくプラストキノンプールの酸化還元状態の非侵襲的アッセイ。フォトシンセ。解像度 93、193–203 (2007)。

論文 PubMed Google Scholar

Roberty, S.、Bailleul, B.、Berne, N.、Franck, F. & Cardol, P. PSI メーラー反応は、刺胞動物の共生渦鞭毛藻であるシンビオディニウム種における主要な代替光合成電子経路です。 N.フィトール。 204、81–91 (2014)。

記事 CAS Google Scholar

Ducruet、JM の落とし穴、葉または藻類細胞のクロロフィル熱発光における人工物と未解決の疑問。フォトシンセ。解像度 115、89–99 (2013)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Ducruet, JM & Vass, I. 熱ルミネッセンス: 実験的。フォトシンセ。解像度 101、195–204 (2009)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Vass, I. & Cser, K. 光化学系 II 光阻害におけるヤヌス面電荷再結合。トレンド植物科学。 14、200–205 (2009)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Ananyev, GM、Gates, C.、Kaplan, A. & Dismukes, GC 光化学系 II 周期電子流は、微細藻類クロレラオハディの優れた光保護と記録的な成長を促進します。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1858、873–883 (2017)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Hemschemeier, A. & Happe, T. 緑藻クラミドモナス・ラインハルティにおける嫌気生活中の代替光合成電子輸送経路。ビオチム。生物物理学。 Acta 1807、919–926 (2011)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Alric, J.、Lavergne, J. & Rappaport, F. Chlamydomonas reinhardtii (I) 好気条件における光合成周期電子流のレドックスと ATP 制御。ビオチム。生物物理学。 Acta 1797、44–51 (2010)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Cardona, T.、Sedoud, A.、Cox, N. & Rutherford, AW 光化学系 II における電荷分離: 比較および進化の概要。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1817、26–43 (2012)。

記事 CAS Google Scholar

Chaux, F.、Peltier, G. & Johnson, X. PSI 光保護におけるセキュリティネットワーク: 周期的電子流による光合成制御、NPQ および O2 光還元の制御。フロント。植物科学。 6、1–7 (2015)。

記事 Google Scholar

Ruban、AV、Johnson、MP、Duffy、CDP 光化学系 II アンテナの光保護分子スイッチ。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1817、167–181 (2012)。

記事 CAS Google Scholar

Tian、L.ら。クラミドモナスにおける非光化学的消光のPH依存性、動態および集光制御。手順国立アカデミー。科学。 USA 116、8320–8325 (2019)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Johnson, MP、Perez-Bueno, ML、Zia, A.、Horton, P. & Ruban, AV 非光化学消光のゼアキサンチン非依存性およびゼアキサンチン依存性の qE 成分には、シロイヌナズナの光化学系 II アンテナ内の共通の構造変化が関与しています。植物生理学。 149、1061–1075 (2008)。

論文 PubMed Google Scholar

Brinkert, K.、De Causmaecker, S.、Krieger-Liszkay, A.、Fantuzzi, A. & Rutherford, AW の調整と保護のための光化学系 II における重炭酸塩誘発酸化還元調整。手順国立アカデミー。科学。 USA 113、12144–12149 (2016)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Fantuzzi、A. et al. 膜中の光化学系 II における QA セミキノンによる重炭酸塩制御による酸素の還元。手順国立アカデミー。科学。 USA 119、e2116063119 (2022)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Pospíšil, P.、Arató, A.、Krieger-Liszkay, A. & Rutherford, AW 光化学系 II によるヒドロキシルラジカルの生成。生化学 43、6783–6792 (2004)。

論文 PubMed Google Scholar

ザブレット、J.ら。光化学系 II アセンブリに関する構造的洞察。ナット。 Plants 7、524–538 (2021)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sheng, X.、Liu, Z.、Kim, E. & 皆川, J. 植物と藻類の PSII-LHCII 超複合体: 構造、進化、エネルギー伝達。植物細胞生理学。 62、1108–1120 (2021)。

安い、H. et al。 M234Glu は、光合成細菌の反応中心にあるプロトンスポンジの成分です。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1787 年、1505 ～ 1515 年 (2009 年)。

記事 CAS Google Scholar

Müh, F.、Glöckner, C.、Hellmich, J. & Zouni, A. 光化学系 II における光誘起キノン還元。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1817、44–65 (2012)。

記事 Google Scholar

Forsman, JA、Vass, I. & Eaton-Rye, JJ、光化学系 II の重炭酸塩結合環境の D1:Glu244 および D1:Tyr246 は、中程度の高い光感受性と、キノン -Fe -受容体複合体を介した電子移動を示します。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1860、148054 (2019)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Prášil, O.、Kolber, Z.、Berry, JA & Falkowski, PG 生体内での光化学系 II の周りの周期的電子の流れ。フォトシンセ。解像度 48、395–410 (1996)。

Chu, HA & Chiu, YF 光化学系 II の構築と光保護におけるシトクロム b559 の役割は、部位特異的突然変異誘発研究によって明らかになりました。フロント。植物科学。 6、1–7 (2016)。

記事 Google Scholar

Shinpoulos, KE & Brudvig, GW シトクロム b559 と光化学系 II 内の周期的電子移動。ビオチム。生物物理学。アクタ - バイオエネルギー。 1817、66–75 (2012)。

記事 CAS Google Scholar

高木 D.、伊福 K.、西村 T.、三宅 C. アンチマイシン A は、光化学系 II 内のチトクロム b559 を介した環状電子の流れを阻害します。フォトシンセ。解像度 139、487–498 (2019)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Ritchie, RJ アセトン、メタノール、およびエタノール溶媒に対する分光測光クロロフィル方程式の一貫したセット。フォトシンセ。解像度 89、27–41 (2006)。

論文 CAS PubMed Google Scholar

Milrad, Y.、Schweitzer, S.、Feldman, Y. & Yacoby, I. H2 と NADPH 間の双方向電子移動は、緑藻の光変動応答を緩和します。植物生理学。 186、168–179 (2021)。

論文 CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Podmaniczki、A. et al. アスコルビン酸塩は、長時間の暗闇の中で酸素発生複合体を不活性化します。生理。植物。 1–14、https://doi.org/10.1111/ppl.1327 (2020)。

リファレンスをダウンロードする

建設的な議論をしていただいたドイツ、WWU ミュンスターの M. Hippler 氏と F. Buchert 氏に感謝します。原稿を注意深く読んでコメントをくれたイスラエル、TAU の N. Shahar 氏と、TL 測定を支援してくれた László Kovács (BRC Szeged) に感謝します。この研究は、ハンガリー科学アカデミーの Lendület/Momentum プログラム (SZT への LP2014/19 研究助成金) および SZT および VN への国立研究開発イノベーション局 (K132600 および FK 135633) 研究助成金によって支援されました。イスラエル科学財団によるもの（IY への助成金番号 941/22）。

植物科学および食料安全保障学部、ジョージ S. ワイズ生命科学学部、テルアビブ大学、ラマトアビブ、テルアビブ、69978、イスラエル

ユヴァル・ミルラッド、テイマー・エルマン、イフタッチ・ヤコビー

植物生物学研究所、生物学研究センター、セゲド、ティミショアラ krt。 62、H-6726 セゲド、ハンガリー

ヴァレリア・ナジ & シルヴィア・Z・トス

テルアビブ大学、ジョージ S. ワイズ生命科学学部生化学部、ラマトアビブ、テルアビブ、69978、イスラエル

マリア・ファディーワ

PubMed Google Scholar でこの著者を検索することもできます

YM、SZT、IY が研究を計画しました。 YM、TE、VN、IY が調査を実施しました。 MF は精製 PSII を提供しました。 YM、SZT、および IY がデータを分析しました。 YM、SZT、および IY がこの論文を執筆しました。

イフタッチ・ヤコビーへの対応。

著者らは競合する利害関係を宣言していません。

Communications Biology は、この研究の査読に貢献してくれた Faisal Koua 氏、Bill Rutherford 氏、およびその他の匿名の査読者に感謝します。主な取り扱い編集者: David Favero。査読者レポートが利用可能です。

発行者注記 Springer Nature は、発行された地図および所属機関の管轄権の主張に関して中立を保っています。

オープンアクセスこの記事はクリエイティブコモンズ表示 4.0 国際ライセンスに基づいてライセンスされており、元の著者と情報源に適切なクレジットを表示する限り、あらゆる媒体または形式での使用、共有、翻案、配布、複製が許可されます。クリエイティブコモンズライセンスへのリンクを提供し、変更が加えられたかどうかを示します。この記事内の画像またはその他のサードパーティ素材は、素材のクレジットラインに別段の記載がない限り、記事のクリエイティブコモンズライセンスに含まれています。素材が記事のクリエイティブコモンズライセンスに含まれておらず、意図した使用が法的規制で許可されていない場合、または許可されている使用を超えている場合は、著作権所有者から直接許可を得る必要があります。このライセンスのコピーを表示するには、http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/ にアクセスしてください。

転載と許可

ミルラッド、Y.、ナジ、V.、エルマン、T. 他。 PSII 光合成制御は、照明後の緑藻の無酸素培養において活性化されます。 Commun Biol 6、514 (2023)。 https://doi.org/10.1038/s42003-023-04890-3

引用をダウンロード

受信日: 2022 年 9 月 8 日

受理日: 2023 年 5 月 1 日

公開日: 2023 年 5 月 12 日

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04890-3

次のリンクを共有すると、誰でもこのコンテンツを読むことができます。

申し訳ございませんが、現在この記事の共有リンクは利用できません。

Springer Nature SharedIt コンテンツ共有イニシアチブによって提供

コメントを送信すると、利用規約とコミュニティガイドラインに従うことに同意したことになります。虐待的なもの、または当社の規約やガイドラインに準拠していないものを見つけた場合は、不適切としてフラグを立ててください。